Podemos clasificar los factores de transcripción según sus dominios de unión al DNA. Zn fingers Consta de 23 AA, y de una región de conexión entre ellos de unos 7 u 8. En el centro de cada una de las estructuras podemos encontrar un átomo de Zn unido a dos AA de Cys y 2 de His. Cada una de estas estructuras se puede repetir una serie de veces, hasta 30. la primera proteína donde se descubrió esto fue en el TFII, que presenta 9 dedos. SP1 presenta 3. Gal 4 es un caso especial, ya que tiene 4 Cys unidas l átomo de Zn. (more…)

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Todas las células de un organismo tienen todos los genes, por lo que ha de haber una regulación en la expresión de estos genes. Dentro de esta regulación distinguimos entre regiones reguladoras y factores de transcripción. Regiones reguladoras Promotores Elementos o secuencias de control, situados en 5’, normalmente “Enhancers”, que puede estar en 5’ o 3’, o incluso, lejos del gen Factores de transcripción Factores generales o basales Factores constitutivos Factores específicos Regiones reguladoras Para que haya una correcta expresión del gen, debe haber regiones que controlen esta expresión, que son las secuencias de control o reguladoras. (more…)

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Un ejemplo de la regulación de la transcripción se da con os genes gal de las levaduras. Encontrmos 4 genes principales involucrados en el proceso. gal 2 Permeasa, permite el paso de la galactosa al interior celular gal 1 Kinasa; galactosa

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La información contenida cambia a nivel del RNA. Es una forma muy rara de procesamiento transcripcional. Provoca un cambio en la información. Se sustituyen, añaden o eliminan nucleótidos. Las sustituciones se pueden dar en algunos genes de mamíferos, mientras que las adiciones o eliminaciones se suelen dar en genes de las mitocondrias de algunos protozoos.
Se han descrito 4 tipos de RNA editing en mamíferos. El gen de la apolipoproteína B es uno de estos casos. En el higado se da un producto de 4536 AA, mientras que en el intestino es de 2152 AA. Se sustituye un codón CAA, de ácido clutámico, por otro de stop, lo que determina que la proteína sea más corta. Este cambio está producido por una desaminasa. En mamíferos casi todos los tipos de RNA editing son sustituciones y sus responsables son las desaminasas. Parece ser que en el caso de la apolipoproteína B se produce una estructura secundaria, pero no se ha observado en otros casos. En protozoos suele haber más complejidad. Se suele tratar de inserciones o extensiones, generalmente de U. Estas inserciones se relizan con lo que se conoce como RNA guía, complementario en parte al mRNA, provocando que se inserten nuevas U, ya que en la guía hay algunas A desparejadas.

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Implica la interacción de una serie de genes. Cada uno de estos genes tendrá un splicing diferencial, cuyo producto influirá sobre el siguiente gen de la cascada génica, determinado así el sexo. Todo depende de la relación entre cromosomas sexuales y autosomas. El primer gen que se ve influido por este proceso es el gen sex – lethal, que posee 7 exones, pero en el 3 hay un codón de stop. En hembras se provoca un splicing alternativo que provoca que se elimine ese exón de la proteína final. Por lo tanto, en machos no hay proteína funcional, pero en hembras sí será funcional y influirá en el siguiente splicing. El siguiente gen del proceso es el transformer, donde podemos encontrar 4 exones, con un codón de stop en el segundo. Debido a la proteína Sxl, producida por el gen sex – lethal, se inhibe el splicing normal y se activa un splicing alternativo, en un lugar críptico, que eliminará el codón de stop. En hembras habrá una proteína resultante de este proceso, mientras que en machos la proteína no será funcional. El producto, Tra, influirá sobre el gen siguiente, el transformer 2, donde pasará aproximadamente como en el caso anterior. Estos 2 último productos influirá en la expresión del último gen, que es el doublesex, que posee 6 exones, con un codón stop en el cuarto. El Tra y el Tra2 son factores de splicing que provocan que el splicing en hembras se haga de manera normal, de manera que se pasará por el codón de stop del cuarto exón. En machos se eliminará el exón con el codón stop, con lo que la proteína será más larga. La proteína Dsx de las hembras elimina la expresión de los genes de los machos, mientras que las proteínas Dsx de los machos bloquean los genes de las hembras. La proteína Sxl impide que U2AF se una en el punto normal del intrón por lo que lo hace en el interior del exón, con lo que se provoca el splicing alternativo. Las proteínas Tra y Tra2 interaccionan con las proteínas SR. Sin estas proteínas se da un splicing que elimina el exón 4. En presencia de estas proteínas SR, el exón no es eliminado. El lugar donde se unen las proteínas Tra se conoce como splicing enhancer.

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No se ha de confundir el splicing alternativo con la maduración diferencial. La mayoría de los genes de clase II se transcriben dando lugar aun mRNA precursor que madurará para dar lugar a un mRNA maduro. Pero se ha visto que en ocasiones un mismo gen puede dar diferentes mRNA. Puede haber diferencias en los extremos 3’ o 5’, pero incluso puede haber diferentes tipos de splicing. Si se utilizan diferentes tipos de splicing hablaremos de splicing alternativo. Si se trata de diferentes modificaciones en los extremos 3’ o 5’, se trtará de maduración diferencial. Estos patrones de splicing se da solo en función de una expresión diferencial del gen, pero también es posible que los diferentes productos de un gen se expresen en una misma célula, al mismo tiempo, pero en diferente proporción. A nivel de splicing, puede ser posible que uno de los dos lugares de splicing sea fijo, mientras que elk otro puede ir variando. En algunos casos puede ser que al variar el splicing se modifique la secuencia de aminoácidos, provocando la aparición o no de un codón de stop, con lo que semodificaría el tamaño de la proteína. Se conocen muchos casos de genes con splicing alternativos, como el caso en SV40, con los diferentes antígenos T y t, donde dependiendo del splicing se pasará o no por un determinado codón de stop, de manera que la proteína será más o menos larga. Hay una parte que puede actuar como intrón o como exón. El RNA de t será más largo, pero será la proteína T la que tenga mçás aminoácidos, ya que en t hay un codón de stop. Este tipo de splicing tienen lugar en todas las células, variando la proporción de T y t. En células con alta proporción en t, de manera que se usaban los sitios de splicing más cercanos, se identificó un factor, el SF2, que se observó que favorecía la utilización de sitios de splicing más cercanos. La proteína del adenovirus E1A también pasa por procesos de splicing alternativo para dar lugar a tres proteínas diferentes.

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Este tipo de splicing se da en alguno orgánulos. Se formarán estructuras características, que permitirán que se produzca el splicing. En el caso de los intrones de tipo II, el proceso de splicing es similar al descrito anteriormente, ya que se produce una reacción de un grupo OH con una A, mientras que en los de tipo I, el grupo OH reacciona con una G externa del RNA. Estos tipos de RNA tienen la capacidad de realizar splicing in vitro, por si mismos, aunque in vivo puede intervenir alguna proteína en el proceso. Se han de formar unas estructuras específicas, mediante las cuales se darán los cortes en el RNA, ya que la estructuras formarán centros catalíticos. En los intrones de tipo II se formarán estructuras similares a las descritas anteriormente, formándose incluso el lariat. Los centros catalíticos que se formarán serán también similares a los anteriores. El splicing ha ido evolucionando desde una fase inicial autocatalítica, con capacidad de splicing promovida por el propio RNA hasta el caso de los mRNA, donde el RNA ha perdido la capacidad de formar las estructuras que forman los centros catalíticos, sino que requieren la formación del spliceosoma. Estos intrones con capacidad autocatalítica, de tipo I o II son muy escasos, están solo en los orgánulos.

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La mayoría de los mRNA tienen intrones, normalmente varios y de diferentes tamaño. Hemos de preguntarnos si, cuando existen varios intrones en un gen, se eliminarán siempre en el mismo orden. Esto se ha estudiado con Northerns. Se ha observado que hay un orden preferente de eliminación de intrones, tal y como se ve en la tabla. No se eliminan en orden secuencial 5’ – 3’, sino que sigue otro orden. Parece ser que el hecho de eliminar un intrón favorece la eliminación de otros. Para localizar los intrones emplearemos la comparación del DNA genómico con el cDNA. Frecuencia de perdida de los intrones individualesNúmero de intrones eliminadosA B C D E F G 1 5 0 0 0 30 60 5 2 20 20 0 2 60 60 25 3 5 5 5 30 100 95 60 4 10 25 35 95 90 90 55 5 40 75 65 85 100 75 60 6 55 100 80 90 100 100 80 No existen grandes regiones de homología en las zonas de conexión intrón – exón, sino que se trata de pequeñas secuencias consenso. Siempre existe la misma secuencia al empezar y acabar el intrón, GT – intrón – AG. Obviamente hay excepciones, ya que hay genes que pueden tener secuencias que pueden ser AT – intrón – AG. En eucariotas superiores también habrá regiones ricas en pirimidinas antes de AG en el extremo 3’ del intrón. Un mRNA puede pasar correctamente por el proceso de splicing en cualquier célula, una excepción serían lo que se conoce por splicing alternativo, como ya veremos más adelante. Existen enferemedades que pueden estar ocasionadas por mutaciones en el proceso de splicing. Además, existen lugares de splicing crípticos, que no utilizarán en condiciones habituales, pero que sí se emplearán en caso de que le ocurra algo al lugar de splicing habitual. La liberación del lugar de splicing 5’ se produce por una transesterificación provocada por el grupo hidoxilo unido al carbono 2’ de un nucleótido de Adenosina, de una secuencia conservada que es 5’-UACUAAC-3’. El resultado de esta reacción es la rotura del enlace fosfodiester que une el primer nucleótido del intrón, acompañado por la formación de una nuevo enlace fosfodiester de este primer nucleótido con la adenosina del centro del intrón, del centro de ramificación, mediante una unión 5’ – 2’. El intrón tiene ahora una estructura en forma de loop que se conoce como lariat. La rotura del lugar 3’’ de splicing y la unión de los exones es el resultado de una nueva transesterificación , provocada por el grupo OH unido a la parte upstream del exon. Este grupo ataca la unión fosfodiester en el lugar 3’ de splicing, provocando la liberación del intrón en forma de lariat, que será linearizado y degradado. Al mismo tiempo, los extremos de los exones se unirán. Las secuencias de splicing son reconocidas por las smRNPs, small ribonucleoproteins, formadas a partir de smRNAs y unas diez proteínas. En el proceso de splicing hacen falta smRNPs, como U1, U2 y U5, además de U4/U6. Junto a esto harán falta algunos factores de splicing más. Se observó que la smRNP U1 tiene en su extremo 5’ 14 nucleótidos no aparejados, que son bastante complementarios a los del lugar 5’ de splicing, de manera que por complementariedad se unirán. U2 tienen complementariedad con el punto de ramificación. U3 se une al extremo 3’ de splicing,pero no por complementariedad, sino por interacciones de proteínas. Todo esto se une sobre el precursor, formando lo que se conoce como spliceosoma. En primer lugar se une U1 al lugar 3’ de splicing, para que después se unan los factores que se conocen como U2AF, que son factores auxiliares que se unirán a la tira de pirimidinas, de manera que permitirán la unión de U2. U2 se une por complementariedad al punto de ramificación, formando el total lo que se conoce como complejo A. Se unen también las proteínas SR, ricas en serinas y argininas. El papel de estas proteínas es el de evitar que al hacer splicing se salten intrones en lo que se conoce como Intron skipping. Estas proteínas unen U1 con U2AF, lo que provoca una curvatura en el RNA. Después llega el complejo U4/U6, que se une a U2. U5 se une al exón situado downstream. Este es el momento cuando se establece contacto entre U1 y U2. El proceso de splicing se inicia al liberarse U1 y U4. U6 se unirá donde se unía U1. La proximidad de U2 y U6 dispara las reacciones de transesterificación, con lo que se liberará el intrón.

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Algunos de los genes que codifican los tRNA tienen intrones, entre un 10 y un 20% del total de genes. Estos intrones son relativamente cortos. En levaduras hay un intrón en el extremo 3’. No existen secuencias consenso en los extremos del intrón. Cuando hay un intrón, se produce normalmente un alargamiento del brazo del anticodón. Lo primero que se hace es eliminar el intrón, mediante una ribonucleasa , con lo que queda un grupo fosfato unido a un extremo 3’ el exon upstream y un grupo OH unido al extremo 5’ del exon downstream. Estos extremos se unen por la complementariedad de bases típica y son unidos por una RNA ligasa.

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La transcripción va más allá del punto donde se añadirá la secuencia de poli A en el RNA. No está claro si existe señales de terminación. En algunos genes parecer ser que sí hay zonas de terminación, pero en otros parece ser que no. Por lo visto, son zonas ricas en T, lo que podría provocoar el final de la transcripción. Mecanismos de splicing Podríamos distinguir 3 tipos de splicing, a grandes rasgos: • Reconocimiento de secuencias consenso al inicio y final de cada intrón, donde limita con los exones. • Autosplicing. Es un proceso por el cual el RNA elimina por sí mismo una secuencia intrónica. Se da en muy pocos genes, como en algunos delos grupos I y II. • Reconocimiento de una conformación característica. Se da en el proceso de maduración de los tRNA que poseen intrones.

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